BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:
URL: http://jams.arakmu.ac.ir/article-1-6120-fa.html
، محمد رضا کردی 2، حمید رجبی3
2- گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده تربیت‌بدنی، دانشگاه تهران، تهران، ایران. ،
3- گروه فیزیولوژی ورزشی، دانشکده تربیت‌بدنی و علوم ورزشی، دانشگاه خوارزمی، تهران، ایران.
مقدمه
فعالیت‌های ورزشی از طریق تحریک ترشح هورمون رشد، AMPK، تحریک گیرنده‌های انسولینی و بالانس مثبت انرژی، به‌ویژه آمینواسیدها می‌توانند موجب افزایش عوامل تحریکی مسیر AKT شوند و هایپرتروفی را از طریق مهار عوامل آتروفی از جمله FOXO را فعال کنند [3]. درواقع فعالیت‌های هوازی با سازگاری‌های مطلوب سلولی موجب یک اثر محافظتی در برابر آتروفی میشود و از طرف دیگر مسیرهای هایپروتروفی را توسعه می‌دهد تا نسبت سنتز به تجزیه پروتئین را افزایش دهد، زیرا نشان داده شده است که تمرینات هوازی می‌توانند موجب افزایش اندازه عضلات از طریق مهار مسیرهای آتروفی شود. شواهد به‌روشنی نشان می‌دهند که FOXO توسط دو فاکتور AKT و PGC-1α مهار میشود و کاهش بیان PGC-1α نیز در دوره عدم استفاده عضلانی روشن شده است [4]. در تحقیقی تعلیق پای عقبی رت‌ها (HLS) برای یک تا دو هفته باعث تغییر سطح بیان ژن IGF-1 درماهیچه soleus ،gastrocnemius یاplantaris نشد [5]. در مقابل یک تا دو هفته پس از HLS، سطح بیان ژن IGF-1 در عضلات یاد‌شده کاهش یافته بود [6].
مطالعه دیگری نشان داد HLS در جوندگان همراه با کاهش سطح پروتئین IGF-1، برای حداقل چهارده روز باعث کاهش سطح Akt فسفریله و یا کاهش غلظت پروتئین IRS-1 در ماهیچه‌های Soleus و Gastrocnemius شده است و این نشان داده است که HLS زمانی که با کاهش سیگنالینگ IGF-1/Akt /P13K همراه شده باشد، محرک قوی برای آتروفی است [7]. علاوه بر کاهش سطح پروتئین IGF-1، توضیح کاهش فسفوریلاسیون Akt و آتروفی عضلانی در هنگام تعلیق می‌تواند به دلیل افزایش بیان ligase ubiquitin cbl-b باشد که منجر به افزایش کمپلکس‌های یوبیکوئیتینه‌شده از IRS-1 شود [8]. به طور خلاصه، سیگنالینگ IGF-1/P13K /Akt در هنگام تعلیق عضلات مختلف جوندگان کاهش می‌یابد، در حالی که بیان ژن IGF-1 فقط در روزهای اول HLS کاهش می‌یابد، سازوکارهای زیاد و عوامل متعددی در چرخه پروتئین‌ها دخیل هستند [9].
یک فاکتور نسبتاً جدید از این عوامل متعدد (microRNAs) mir-1ها هستند [10]. miRNAsها مولکول‌های رمزنگاری‌نشده کوچکی (25-18 نوکلئوتیدی) هستند که از نظر تکاملی محافظت‌شده هستند. این مولکول‌ها، بیان ژن را پس از رونویسی از طریق مهار ترجمه mRNA یا القای تجزیه آن کنترل می‌کنند و این کار را از طریق اتصال به ناحیه ترجمه‌نشده انتهای mRNAs انجام می‌دهند [11]. در شرایط بی‌تحرکی، عضلات اسکلتی را می‌توان مهم‌ترین بافتی دانست که دستخوش تغییرات قرار می‌گیرند؛ به طوری که تنها با هفت روز افزایش بار کاری بیان عضله Pre miR-206 ,Pre miR-1-2 و Pre miR-133a افزایش داشت، اما بیان miR-1 و miR-133a کاهش 50درصدی داشت [12]. اگرچه تغییرات miRNAs در بسیاری از شرایط فیزیولوژیک و پاتالوژیک بررسی شده است اما اطلاعات بسیار اندکی از تغییرات و تأثیرات آن‌ها در دوره بی‌تحرکی بعد از یک دوره تمرین استقامتی در دست است. همچنین مشخص شده است هفت روز معلق‌سازی اندام تحتانی موجب کاهش بیان miR-221 ،miR-208b ،miR-107 و miR-499در عضله نعلی رت‌ها میشود [11]. بیان miR-1 توسط FOXO3a تنظیم میشود و موجب مهار سنتز پروتئین IGF-1میشود [12]. به طور خاص، miR-1 و miR-206به دلیل اینکه نقش مهمی در افزایش و مهار IGF-1 دارند و از طرفی miR-1 به طور مستقیم توسط FOXO3a تنظیم و موجب مهار IGF-1 میشود. در مقابل miR-206 از طریق تخریب MyoD می‌تواند FOXO3a را کاهش دهد و مهار فاکتور FOXO3a می‌تواند موجب کاهش miR-1 و افزایش miR-206 شود که نتیجه آن عدم کاهش IGF-1 و درنهایت حفظ سنتز پروتئین و حفظ توده عضلانی در دوران بی‌تحرکی میشود [13]. در مدل سایتوکاینی تجزیه عضلانی (TWEAK) مشخص شد که بیان ،miR-1 miR-23، miR-133a، miR-133b و miR-206 در سلول‌های C2C12 کاهش می‌یابد، اما در عضلات اسکلتی موش‌ها فقط بیان miR-1 ،miR-133a و miR-133b کاهش یافت [14].
آلن و همکاران عنوان کردند یازده روز بی‌جاذبگی موجب کاهش معنادار miR-206 شد. این در حالی بود که miR-1 و miR-133a روند رو به افزایشی داشتند [15]. به نظر می‌رسد فعالیت‌های ورزشی هوازی با سازگاری‌های مطلوب به‌ویژه در افزایش عوامل رشدی و توسعه وضعیت هایپرتروفی و انتی‌آکسیدانی موجب یک اثر محافظتی بر دستگاه‌های بدن، به‌ویژه عضلات اسکلتی شوند که در زمان عدم تحرک در یک مدت‌زمان مشخص نسبت به اندامی که فعالیت و سازگاری خاصی نداشته است توانایی حفظ توده خود و شرایط مطلوب را بیشتر داشته باشد و مسیرهای آتروفی در آن اندام دیرتر آغاز شود. هرچند با وجود سازوکارهای پیچیده مربوط به آتروفی عضلانی در اثر بی‌تحرکی اندام‌ها و نقش بارز عوامل مهاری و تحریکی این فرایند یعنی FOXO3a و IGF-1 نیازمندیم تغییرات عوامل مهمی چون miRs به‌ویژه miR-1 و miR-206 در دوران بی‌تحرکی پس از سازگاری ورزشی بررسی شود. همچنین باید بدانیم ارتباط این عوامل با دو فاکتور مهم تأثیرگذار اتروفی به چه نحوی است؛ از این رو در این پژوهش هدف، بررسی بیان ژن‌های miR-1، miR-206، IGF-1 و FOXO3a به عنوان تنظیم‌گرهای آتروفی عضلانی به دنبال یک دوره بی‌تحرکی کوتاه در رت‌های تمرین‌کرده و تمرین‌نکرده بود.
مواد و روش‌‌ها
.png)
برای افزایش شدت تمرین به صورت تناوبی یک هفته سرعت افزایش پیدا می‌کرد و یک هفته زمان تمرین افزایش پیدا کرد تا میزان اصل اضافه‌بار با توجه به پروتکل تمرینی در طول دوره شش هفته حفظ شود. در این مدت گروه کنترل پیاده‌روی روی تردمیل را با سرعت 5 متر بر دقیقه به مدت 15 دقیقه تجربه کردند [15]. برای بی‌تحرک‌سازی اندام تحتانی 48 ساعت پس از آخرین جلسه تمرینی، رت‌ها با ترکیبی از کتامین / زایلازین بی‌هوش شدند. سپس هر دو پا با استفاده از چسب ضد‌حساسیت و لوکوپلاست از مفاصل ران، زانو (در حالت اکستنشن) و مچ پا (در حالت پلانتار فلکشن) [16] برای هفت روز فیکس شدند. بی‌حرکت شدن اندام تحتانی و توانایی مصرف آزادانه آب و غذا با مشاهده تأیید شد.
در پایان تمامی رت‌ها بی‌هوش شدند و عضله نعلی استخراج و در سرم فیزیولوژیک مورد شست‌وشو قرار گرفت و سپس بلافاصله برای سنجش‌های بعدی در دمای منهای 80 درجه فریز شد و برای آزمایش‌های سلولی و مولکولی به آزمایشگاه منتقل شدند. بافت‌ها با استفاده از یک میلی‌مول محلول ترایزول (Invitrogen) لیز شده و با دستگاه همگن‌کننده بافت کاملاً هموژن شده و در مرحله بعد، جداسازی از فاز آبی به کمک0/25 میلی‌لیتر نیتروژن انجام پذیرفت. استخراج RNA با 50 میلی‌گرم بافت که با استفاده از RNX - Plus لیز شده بود، توسط کیت شرکت یکتا تجهیز آزما ساخت ایران (تهران) (YT9065) و بر اساس دستورالعمل کیت انجام گرفت. برای جدا سازی RNA از کلروفرم و ایزوپروپانول و شست‌وشوی آن از اتانول 75 درصد استفاده شد. جهت از بین بردن آلودگی‌های DNA از RNase-DNase-free استفاده شد.
کل نمونه‌ها با دستگاه پیکودراپ (picodrop limited, Hinxton, United Kingdom) جهت اندازه‌گیری RNA و سنجش غلظت در طول موج‌های 280/260 و 280/230 مورد سنجش قرار گرفتند. سنتز cDNA با استفاده از کیت RevertAaidTM First Strand cDNA Synthesis، شرکت فریمنتاز آمریکا (Waltham, Massachusetts, USA) به شماره K1622 و بر اساس پروتکل سنتز cDNA موجود در کیت انجام شد. با اضافه کردن RNase inhibitor جهت از بین بردن آلودگی، سنتز cDNA در دستگاه ترموسایکر (Cleaver Scientlfic Ltd, Warwickshire, United Kingdom) انجام شد. به منظور اندازه‌گیری سطح بیان ژن‌های مربوطه از روش PCR Real Time-PCR (qRT-PCR) با کمک آنزیم RealQ Plus 2x Master Mix Green محصول شرکت Ampliqon A/S Stenhuggervej Denmark، ساخت کشور دانمارک و با استفاده از دستگاه applied Bio systems Step OneTM ساخت کشور آمریکا (Foster city celifornae) صورت گرفت. مخلوط واکنش بر اساس پروتکل پیشنهادی بدین صورت آماده شد. 2 میکرولیتر از cDNA الگو، 10 میکرو لیتر مسترمیکس، 10X PCR Buffer 6/8 میکرولیتر، 1 میکرو لیتر از هر دو پرایمر Forward و Reverse و 0/4 میکرولیتر از Tag DNA Polymerase برای به دست آوردن بهترین دما آنالینگ مورد استفاده قرار گرفت و آب که حجم نهایی واکنش به 25 میکرولیتر رسید.
برنامه زمانی گرمایی دستگاه طبق این مراحل انجام شد: پروتکل دمایی به صورت دناتوراسیون اولیه در دمای 95 درجه سانتی‌گراد به مدت 10 دقیقه و به دنبال آن 40 چرخه متوالی به صورت دناتوراسیون در دمای 95 درجه سانتی‌گراد به مدت 15 ثانیه و 60 درجه سانتی‌گراد به مدت 1 دقیقه انجام شد. در مرحله آخر ضمن بررسی نمودار ذوب، محصولات توسط الکتروفورز در سطح ژل آگارز مورد ارزیابی قرار گرفت. توالی پرایمرهای مورد استفاده در این پژوهش استفاده از نرم‌افزار آنلاین Primer-BLAST (NCBI) طراحی شدند (جدول شماره 2).
.png)
همچنین از ژن (B2M)Βeta 2 Microglobulin به عنوان ژن کنترل داخلی استفاده شد. تجزیه و تحلیل داده‌ها بر اساس مقایسه چرخه آستانه (CT) انجام شد. منحنی تکثیر هر واکنش PCR با منحنی تکثیر ژن مرجع B2M مربوطه نرمالیزه شد. در این مطالعه، اختلاف CT به‌دست‌آمده از نمونه‌های مورد آزمایش و نمونه‌های کنترل محاسبه و با استفاده از فرمول ∆∆CT -2 نسبت ژن هدف به ژن مرجع محاسبه شد. از آب به عنوان کنترل منفی واکنش PCR در هر دور از واکنش PCR برای هر ژن استفاده شد.
مخلوط واکنش بر اساس پروتکل پیشنهادی آماده شد که برنامه زمانی گرمایی دستگاه طبق این مراحل انجام شد. مرحله اول که منجر به واسرشته شدن مولکول‌های cDNA شد به صورت 95 درجه سانتی‌گراد به مدت 10 دقیقه، مرحله دوم 95 درجه سانتی‌گراد به مدت 15 ثانیه و 60 درجه سانتی‌گراد به مدت 1 دقیقه برای 40 چرخه متوالی بود و در مرحله آخر ضمن بررسی نمودار ذوب، محصولات توسط الکتروفورز در سطح ژل آگارز مورد ارزیابی قرار گرفتند. تجزیه و تحلیل داده‌ها بر اساس مقایسه چرخه آستانه (CT) انجام شد. منحنی تکثیر هر واکنش PCR با منحنی تکثیر ژن مرجع β2M مربوطه نرمالیز شد.
در این مطالعه، اختلاف CT به‌دست‌آمده از نمونه‌های مورد آزمایش و نمونه‌های کنترل محاسبه و با استفاد ه از فرمول ∆∆CT -2 نسبت ژن هدف به ژن مرجع اندازه‌گیری شد. اطلاعات مورد نیاز پس از جمع‌آوری، توسط نرم‌افزار آماری SPSS نسخه 19 و کلیه نتایج به صورت میناگین و انحراف معیار بیان و در سطح معنی‌داری (0/05≥α) پردازش و سپس تحلیل شدند. جهت بررسی توزیع نرمال داده‌ها از آزمون کولموگروف اسمیرنوف استفاده شد. برای مقایسه تفاوت بین گروه‌ها نیز آزمون تحلیل واریانس یک‌طرفه (آنووا) و آزمون تعقیبی توکی مورد استفاده قرار گرفت.
یافته‌ها
بیان نسبی ژن‌های مورد بررسی در تصویر شماره 1 ارائه شده است.
.png)
نتایج آزمون آماری تحلیل واریانس یک‌طرفه و آزمون تعقیبی توکی نشان داد که گروه تمرین + بی‌تحرکی و گروه بی‌تحرک نسبت به گروه کنترل موجب افزایش بیان ژن‌های miR-1 با (P=0/012) و FOXO3a با (P=0/001) از طرفی موجب کاهش بیان miR-1 با (P=0/007) و IGF-1 با (P=0/003) شد که این اختلافات از لحاظ آماری معنادار بود. همچنین نتایج درون‌گروهی نشان دادن که گروه بی‌تحرک نسبت به گروه تمرین + بی تحرکی موجب افزایش بیان ژن‌های miR-1 با (P=0/068) شد که از لحاظ آماری غیر معنادار بود، اما افزایش FOXO3a با (P=0/004) نسبت به گروه تمرین + بی تحرکی معنادار بود. همچنین بی‌فعالیتی گروه بی‌تحرک موجب کاهش بیان miR-206 با (P=0/030) و IGF-1 با (P=0/002)نسبت به گروه تمرین+ بی‌تحرکی شد که این اختلافات از لحاظ آماری معنادار بود.
بحث
فعالیت‌های ورزشی از نوع استقامتی با افزایش عملکرد هوازی و توسعه ظرفیت آنتی‌اکسیدانی موجب ایجاد شرایط مطلوب برای هایپروتروفی میشود. درواقع با کاهش مقادیر گونه‌های فعال اکسیژنی و افزایش بیان PGC-1α، مسیرهای سیگنالی آتروفی مرتبط با FOXO3a که با miR-1در ارتباط هستند، کاهش می‌یابند و علاوه بر آن به نظر می‌رسد فعالیت‌های ورزشی از هر نوعی باعث افزایش IGF-1 شوند که مرتبط با miR-206 است [8]. این ویژگی‌ها در اثر فعالیت ورزشی موجب یک اثر محافظتی روی عضلات و سایر قسمت‌های بدن در مواقع استراحتی میشود و توان بدنی برای مقابله با شرایط پاتولوژیک را توسعه و بهبود می‌دهد.
با ایجاد بی‌تحرکی اولین اتفاقی که در عضلات می‌افتد کاهش توان هوازی است که با کاهش بیان PGC-1αبه‌خوبی نشان داده شده است. این کاهش به‌مرور موجب کاهش محتوای درون‌سلولی عضله به‌ویژه آب درون‌سلولی میشود که به نوبه خود باعث کاهش دفاع آنتی‌اکسیدانی میشود و درنهایت مسیرهای محرک آتروفی به دلیل نبود عوامل هایپرتروفی اجازه رشد می‌یابند. از علل اصلی کاهش miR-206 و سایر عوامل محرک رشدی عضله در گروه تمرین به همراه بی‌تحرکی نسبت به گروه کنترل را می‌توان سطح بالاتر اندازه تارهای عضلانی پس از پایان دوره سازگاری ورزشی دانست؛ زیرا مشخص شده است هرچه میزان هایپرتروفی در ابتدای بی تحرکی بیشتر باشد مقدار از دست دادن توده عضلانی در ابتدا بیشتر خواهد بود. این کاهش در دوره بی‌تحرکی کاملاً مرتبط با عدم حرکت و فشارهای درونی و بیرونی است و احتمالاً مرتبط با کاهش سیگنالینگ IGF1-PI3K-AKT است. البته تأثیر سازگاری تمرینات مقاومتی بر ژن‌های مورد سنجش احتمالاً اطلاعات مفیدی در دوره بی‌تحرکی ایجاد می‌کند، زیرا کاهش اندازه تارهای عضلانی در دوره سالمندی و در زمان‌های قطع اعصاب با این فرایند بی‌تحرکی متفاوت است و کاهش معنی‌داری در کاهش سیگنالینگ IGF1-PI3K-AKT دیده میشود. نشان داده شده است که فعالیت‌های هوازی می‌توانند با تحریک بیان PGC-1α موجب اثرات هایپروتروفی در عضلات ناآماده و تمرین‌نکرده شوند که اثر آن‌ها از طریق مهار عوامل آتروفی صورت می‌گیرد که نسبت سنتز پروتئین به تجزیه پروتئین را افزایش می‌دهند. به نظر می‌رسد در پژوهش حاضر مشابه با سایر پژوهش‌ها تمرین ورزشی موجب افزایش miR-206 شده است که در دوره بی‌تحرکی افت شدید نسبت به گروه کنترل را نشان داده است. با وجود این، سنجش مقدار هایپرتروفی در عضله نعلی نسبت به وزن بدن نشان می‌دهد که درنهایت مقدار هایپرتروفی در گروه ورزش به همراه افزایش غذای دریافتی بیشتر نسبت به گروه بی‌تحرکی و گروه کنترل بیشتر بوده است و اگر مارکر‌های آتروفی عضلانی بیشتر در گروه ورزش و بی‌تحرکی دیده میشود دلیل یکسانی ندارند و درواقع گروه بی‌تحرکی را می‌توان به دلیل روند توسعه‌ای آتروفی بدون اثرات محافظت‌شده ورزشی دانست، ولی از دلایل افزایش مارکر‌های اتروفی در گروه ورزش و بی‌تحرکی می‌توان به سطح بالاتر عضلانی پس از دوره ورزشی و افت بیشتر دانست.
نتیجه‌گیری
ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
حامی مالی
مشارکت نویسندگان
تعارض منافع
تشکر و قدردانی
References
1.Lefebvre S, Bürglen L, Reboullet S, Clermont O, Burlet P, Viollet L, et al. Identification and characterization of a spinal muscular atrophy-determining gene. Cell. 1995; 80(1):155-65. [DOI:10.1016/0092-8674(95)90460-3]
2.Glass DJ. Skeletal muscle hypertrophy and atrophy signaling pathways. Int J Biochem Cell Biol. 2005; 37(10):1974-84. [DOI:10.1016/j.biocel.2005.04.018] [PMID]
3.Baar K, Wende AR, Jones TE, Marison M, Nolte LA, Chen M, et al. Adaptations of skeletal muscle to exercise: Rapid increase in the transcriptional coactivator PGC-1. FASEB J. 2002; 16(14):1879-86. [DOI:10.1096/fj.02-0367com] [PMID]
4.Sandri M, Lin J, Handschin C, Yang W, Arany ZP, Lecker SH, et al. PGC-1α protects skeletal muscle from atrophy by suppressing FoxO3 action and atrophy-specific gene transcription. Proc Natl Acad Sci U S A. 2006; 103(44):16260-5. [DOI:10.1073/pnas.0607795103] [PMID] [PMCID]
5.Kyparos A, Feeback DL, Layne CS, Martinez DA, Clarke MSF. Mechanical stimulation of the plantar foot surface attenuates soleus muscle atrophy induced by hindlimb unloading in rats. J Appl Physiol. 2005; 99(2):739-46. [DOI:10.1152/japplphysiol.00771.2004] [PMID]
6.Layne C. The Department of Health and Human Performance. [Phd. dissertation] Houston: College of Education-University of Houston; 2002-2003. https://uh.edu/class/hhp/_docs/annual-reports/Annualreport03.pdf
7.Fitts RH, Riley DR, Widrick JJ. Physiology of a microgravity environment invited review: Microgravity and skeletal muscle. J Appl Physiol. 2000; 89(2):823-39. [DOI:10.1152/jappl.2000.89.2.823] [PMID]
8.Tintignac LA, Lagirand J, Batonnet S, Sirri V, Leibovitch MP, Leibovitch SA. Degradation of MyoD mediated by the SCF (MAFbx) ubiquitin ligase. J Biol Chem. 2005; 280(4):2847-56. [DOI:10.1074/jbc.M411346200] [PMID]
9.Nakao R, Hirasaka K, Goto J, Ishidoh K, Yamada C, Ohno A, et al. Ubiquitin ligase Cbl-b is a negative regulator for insulin-like growth factor 1 signaling during muscle atrophy caused by unloading. Mol Cell Biol. 2009; 29(17):4798-811. [DOI:10.1128/MCB.01347-08] [PMID] [PMCID]
10.McCarthy JJ, Esser KA. MicroRNA-1 and microRNA-133a expression are decreased during skeletal muscle hypertrophy. J Appl Physiol. 2007; 102(1):306-13. [DOI:10.1152/japplphysiol.00932.2006] [PMID]
11.McCarthy JJ, Esser KA, Peterson CA, Dupont-Versteegden EE. Evidence of MyomiR network regulation of β-myosin heavy chain gene expression during skeletal muscle atrophy. Physiol Genomics. 2009; 39(3):219-26. [DOI:10.1152/physiolgenomics.00042.2009] [PMID] [PMCID]
12.Yang W, Chendrimada TP, Wang Q, Higuchi M, Seeburg PH, Shiekhattar R, et al. Modulation of microRNA processing and expression through RNA editing by ADAR deaminases. Nat Struct Mol Biol. 2006; 13(1):13-21. [DOI:10.1038/nsmb1041] [PMID] [PMCID]
13.Güller I, Russell AP. MicroRNAs in skeletal muscle: Their role and regulation in development, disease and function. J Physiol. 2010; 588(Pt 21):4075-87. [DOI:10.1113/jphysiol.2010.194175] [PMID] [PMCID]
14.Panguluri SK, Bhatnagar S, Kumar A, McCarthy JJ, Srivastava AK, Cooper NG, et al. Genomic profiling of messenger RNAs and microRNAs reveals potential mechanisms of TWEAK-induced skeletal muscle wasting in mice. PloS One. 2010; 5(1):e8760. [DOI:10.1371/journal.pone.0008760] [PMID] [PMCID]
15.Allen DL, Bandstra ER, Harrison BC, Thorng S, Stodieck LS, Kostenuik PJ, et al. Effects of spaceflight on murine skeletal muscle gene expression. J Appl Physiol. 2009; 106(2):582-95. [DOI:10.1152/japplphysiol.90780.2008] [PMID] [PMCID]
16.Kang C, Chung E, Diffee G, Ji LL. Exercise training attenuates aging-associated mitochondrial dysfunction in rat skeletal muscle: Role of PGC-1α. Exp Gerontol. 2013; 48(11):1343-50. [DOI:10.1016/j.exger.2013.08.004] [PMID]
17.Frimel TN, Kapadia F, Gaidosh GS, Li Y, Walter GA, Vandenborne K. A model of muscle atrophy using cast immobilization in mice. Muscle Nerve. 2005; 32(5):672-4. [DOI:10.1002/mus.20399] [PMID]
18.Bodine SC, Latres E, Baumhueter S, Lai VK, Nunez L, Clarke BA, et al. Identification of ubiquitin ligases required for skeletal muscle atrophy. Science. 2001; 294(5547):1704-8. [DOI:10.1126/science.1065874] [PMID]
19.Glass DJ. Skeletal muscle hypertrophy and atrophy signaling pathways. Int J Biochem Cell Biol. 2005; 37(10):1974-84. [DOI:10.1016/j.biocel.2005.04.018] [PMID]
20.Léger B, Cartoni R, Praz M, Lamon S, Dériaz O, Crettenand A, et al. Akt signalling through GSK‐3β, mTOR and Foxo1 is involved in human skeletal muscle hypertrophy and atrophy. J Physiol. 2006; 576(Pt 3):923-33. [DOI:10.1113/jphysiol.2006.116715] [PMID] [PMCID]
21.Doucet M, Russell AP, Léger B, Debigaré R, Joanisse DR, Caron M-A, et al. Muscle atrophy and hypertrophy signaling in patients with chronic obstructive pulmonary disease. Am J Respir Crit Care Med. 2007; 176(3):261-9. [DOI:10.1164/rccm.200605-704OC] [PMID]
22.Léger B, Derave W, De Bock K, Hespel P, Russell AP. Human sarcopenia reveals an increase in SOCS-3 and myostatin and a reduced efficiency of Akt phosphorylation. Rejuvenation Res. 2008; 11(1):163-175B. [DOI:10.1089/rej.2007.0588] [PMID]
23.Chen JF, Mandel EM, Thomson JM, Wu Q, Callis TE, Hammond SM, et al. The role of microRNA-1 and microRNA-133 in skeletal muscle proliferation and differentiation. Nat Genet. 2006; 38(2):228-33. [DOI:10.1038/ng1725] [PMID] [PMCID]
| بازنشر اطلاعات | |
 |
این مقاله تحت شرایط Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 International License قابل بازنشر است. |
