مقدمه
دیابت ملیتوس یک بیماری مزمن غدد درون‌ریز است که با هیپرگلیسمی مداوم همراه است و اغلب ناشی از کمبود مطلق یا نسبی ترشح انسولین یا مقاومت به انسولین است. نتایج مطالعات اخیر فدراسیون بین‌المللی دیابت نشان می‌دهد که در سراسر جهان 382 میلیون کودک و بزرگسال در سال 2013 از دیابت رنج می‌برند و پیش بینی شده است که تعداد بیماران مبتلا به دیابت تا سال 2025 به بیش از 592 میلیون نفر در جهان برسد [1]. شواهد زیادی وجود دارد که از نقش استرس اکسیداتیو و به دنبال آن تولید رادیکال‌های آزاد در پاتوژنز بیماری دیابت حکایت می‌کند. اختلالات چشم، اعصاب، کبد و عروق خونی و نارسایی‌های کبدی و کلیوی، از عوامل عمده مرگ‌ومیر در بیماران دیابتی شناخته شده‌اند. کبد اندامی مؤثر در حفظ سطح گلوکز خون در محدوده طبیعی است و افزایش قندخون به عدم تعادل واکنش‏‌های اکسیداسیون- احیاء سلول‌های کبدی منجر می‏شود [2].
افزایش در آنزیم‏های کبدی آلانین آمینوترانسفراز و گاما گلوتامیل ترانسفراز‏، آسپارتات آمینوترانسفراز و آلکالین فسفاتاز به عنوان پیش‌بینی‌کننده دیابت مطرح شده‌اند. بیماری دیابت سطح آنزیم‏های کبدی را در خون افزایش می‏دهد که علت اصلی آن افزایش استرس اکسیداتیو در نواحی بافتی است و می‏تواند تا حدی به علت افزایش قند خون باشد. پژوهش‏ها نشان داده‌اند که غلظت پلاسمایی این آنزیم‏ها، بهترین شاخص برای ارزیابی وضعیت کبد هستند، زیرا با آسیب سلول‏های کبدی، میزان آن‌ها در خون افزایش می‏یابد [3].
از طرفی، رزیستین از خانواده آدیپوکین‏هاست و توسط بافت چربی، سلول‏های التهابی مانند ماکروفاژها و سلول‏های ستاره‏ای کبدی تولید می‏شود. در شرایط افزایش ترشح گلوکز و مقاومت به انسولین بافت کبدی به نظر می‏رسد که کبد عضو هدف اصلی رزیستین و هیپر‏رزستین‏نمیا باشد [4]. تیمار موش‏های سالم به وسیله رزیستین باعث اختلال در تحمل گلوکز و القاء مقاومت به انسولین شد، درحالی‌که تزریق آنتی‌بادی رزیستین در موش‏های چاق ناشی از رژیم غذایی باعث افزایش حساسیت به انسولین می‏شود [4]. رزیستین نیز در کبد بیان می‏شود، درحالی‌که تولید آن با افزایش آسیب کبدی افزایش می‏یابد [5]. 
این پپتید باعث کاهش بیان آنزیم‏های گلوکونوژنیک کبدی می‏شود، بنابراین موش‏هایی فاقد رزیستین پس از یک دوره روزه‌داری سطح گلوکز پایین‏تری را به علت تولید گلوکز کبدی نشان می‏دهند [4]. با توجه به ارتباط سطح سرمی رزیستین در موش‏های دیابتی‌شده با استرپتوزوتوسین- نیکوتین آمید، مطالعات نتایج متناقضی ارائه داده‏اند؛ برخی از آن‌ها نشان می‏دهد که در این موش‏ها سطوح رزیستین سرم بالاتر از گروه شاهد دارند. بااین‌حال، برخی دیگر تفاوتی بین سطوح رزیستین در موش‏های دیابتی و سالم را پیدا نکردند [6]. در مطالعه اسلا و همکاران (2014) مشخص شده است که در موش‏های صحرایی چاق مبتلا به کبد چرب در پی افزایش سطوح سرمی رزیستین، آنزیم‏های کبدی ALT و AST نیز افزایش پیدا کرد [7].
کمرین نیز از خانواده‏ آدیپوکین‏هاست که توسط کبد و بافت چربی تولید می‏شود. هانگ و همکاران در مطالعه خود (2011) مشاهده کردند که سطوح سرمی کمرین در موش‏های صحرایی که توسط STZ و غذای پرچرب دچار سندرم متابولیک شده بودند، افزایش می‏یابد [8]. اتصال کمرین به گیرنده شبه کموکاین -1 موجب فعال شدن سلول‏های سیستم ایمنی ذاتی، یعنی ماکروفاژها و سلول‏های قاتل طبیعی در بافت‏های آسیب‌دیده می‏شود [9]. از سویی، هپاتوسیت‏های کبد منبع اصلی تولید کمرین هستند [10]؛
همچنین کمرین با بیان سلول‏های CD-68 کبدی و بیان کبدی سیتوکین‏های پیش‌التهابی ازجمله  TNF-α در ارتباط است و در روند تولید التهاب شرکت می‏کند [10]. این رابطه نزدیک کمرین با التهاب می‏تواند نقش آن را در اختلالات کبدی موش‏های صحرایی دیابتی توضیح دهد. در تأیید این مطالب مشاهده شده است که ارتباط مثبت و بالایی بین سطوح سرمی کمرین ALT و AST  وجود دارد [7].
به‌علاوه، فعالیت ورزشی می‏تواند پاسخ دستگاه عضلانی به انسولین را از طریق افزایش فعالیت‏های پروتئین‏های درگیر در متابولیسم و سیگنالینگ انسولین بالا ببرد؛ طوری‌که فعالیت بدنی فعالیت گلیکوژن سنتاز و بیان پروتئین‏های ناقل گلوکز را افزایش می‎دهد. در افراد مبتلا به دیابت نیز آمادگی بدنی با کاهش اکسیداسیون چربی و جابه‌جایی به سمت اکسیداسیون بیشتر کربوهیدرات در تمام شدت‎های ورزشی همراه است. در بیماران دیابتی که نقص در عملکرد انسولین دارند، تمرینات بدنی منظم از طریق افزایش حساسیت به انسولین و همچنین در غیاب انسولین سبب می‏شود ورود قند به داخل سلول‎های عضلانی و درنتیجه مصرف آن تسهیل شود. همچنین فعالیت‏های ورزشی با افزایش سطوح پروتئین‏های ناقل گلوکز، مقاومت به انسولین را کاهش می‌دهد [11]. از طرفی، اثرات مثبت تمرینات استقامتی در مطالعات علمی انکارناپذیر است [12].
 اکنون با توجه به نتایج تحقیقات جدید روشن شده است هنگامی که آمادگی جسمانی کلی و فواید عملکردی برای افراد در نظر گرفته می‏شود، تمرین مقاومتی نسبت به استقامتی معمولاً نتایجی مطلوب‏تر را در زمانی کوتاه‏تر حاصل کرده است [13]؛ طوری‌که در تحقیق کاوزا و همکاران به‌وضوح مشخص شد که تمرین مقاومتی نسبت به استقاومتی موجب کاهش بیشتر قند خون ناشتا و میزان انسولین و افزایش بیشتر حساسیت به انسولین در افراد دارای دیابت نوع 2 می‌شود [14]. می‏توان بیان کرد افرادی که قصد شرکت در فعالیت‏های ورزشی را دارند، نمی‏توانند خستگی برای پرداختن به فعالیت مقاومتی را در این‌گونه تمرینات بهانه کنند، زیرا تمرین مقاومتی نسبت به تمرینات استقامتی دارای وهله‏های استرحت است و زمان برگشت به حالت اولیه را در بین ست‏ها و حرکات فراهم می‏کند [12].
 درمجموع، مطالعات جدید ارتباط سطوح سرمی رزیستین، کمرین و شاخص‏های آسیب بافت کبد را به اثبات رسانده‏اند، اما با توجه به مطالعات ما به نظر می‏رسد هیچ مطالعه‏ای تاکنون به بررسی اثرات سودمند روش‏های تمرینی مختلف بر سازوکار دخیل و تأثیر بر این متغیرها به طور هم‌زمان انجام نشده است؛ بنابراین این پژوهش به بررسی تأثیر تمرین مقاومتی بر سطوح سرمی رزیستین، کمرین و شاخص‏های آسیب بافت کبد (آنزیم‏های کبدی) در موش‎های صحرایی دیابتی نوع 2 می‌پردازد تا استفاده از روش‏ فعالیت‏ ورزشی در پیشگیری و بهبود عوارض دیابت را با کنترل شاخص‏هایی مرتبط ارزیابی کند.
مواد و روش‏ها
پژوهش حاضر از نوع تجربی است که به شیوه آزمایشگاهی انجام شده است. در این تحقیق از 40 سر موش صحرایی نر نژاد ویستار بالغ با دامنه وزنی 48±200 گرم و سن 8 هفته استفاده شد که از دانشگاه علوم پزشکی بقیه‏الله تهیه شد. موش‎ها در محیطی با دمای 2±22 درجه سانتی‏گراد، چرخه روشنایی و تاریکی 12:12 ساعت و در قفس‏های پلی‌کربنات (5 موش در هر قفس) نگهداری شدند. برای ایجاد دیابت نوع 2 بعد از 12 ساعت ناشتا بودن موش‎های صحرایی مورد نظر از محلول نیکوتین آمید (ساخت شرکت سیگما، آمریکا) محلول شده در نرمال سالین با دوز mg/kg 120 و بعد از 15 دقیقه از محلول استرپتوزوتوسین (ساخت شرکت سیگما، آمریکا) محلول در بافر سیترات 0/1 مولار با دوز 65mg/kg  به صورت تزریق درون صفاقی استفاده شد. 72 ساعت پس از تزریق برای اطمینان از دیابتی شدن، موش‎های صحرایی که میزان قند خون آن‌ها بیشتر از mg/dl 250 بود، به عنوان دیابتی در نظر گرفته شدند [12].
سطوح قند خون در موش‎های صحرایی توسط گلوکومتر (بیورر مدل GL42، ساخت کشور آلمان) در هر مرتبه بعد از 12 ساعت ناشتا بودن اندازه‏گیری ‎شد. در ادامه، موش‎های صحرایی دیابتی‌شده به طور تصادفی به دو گروه دیابتی شامل گروه دیابتی تمرین مقاومتی (12 سر) و گروه کنترل بی‏تمرین دیابتی (12 سر) و موش‏های سالم به دو گروه سالم شامل تمرین مقاومتی سالم (10 سر) و  گروه کنترل بی‏تمرین سالم (10 سر) تقسیم شدند. در طول اجرای پروتکل تمرینی، 2 سر از موش‏های صحرایی به دلیل مرگ ناشی از دیابتی شدن توسط استرپتوزوتوسین در گروه کنترل دیابتی و 2 سر از موش‏های صحرایی به دلیل مرگ در هنگام اجرای پروتکل تمرینی از هر یک گروه‏های مطالعه حذف شدند. معیار خروج از تحقیق نیز اجرا نکردن دو جلسه پیـاپی تمرین هر موش صحرایی در گروه‏های تمرینی بود.
پروتکل تمرین مقاومتی
تمرین مقاومتی شامل 10 هفته و هفته‎ای 5 جلسه صعود از یک نردبان 1 متری با 26 پله (ساخت پژوهشگر) بود. در این روش تمرینی پس از بستن وزنه به دُم موش‎های صحرایی، آن‎ها وادار به صعود از نردبان عمودی (85 درجه) می‎شدند. بعد از یک هفته آشنایی آن‌ها به بالا رفتن از نردبان در هفته دوم میزان وزنه‎های بسته‌شده به موش‎ها 30 درصد وزن بدن آن‎ها بود که به‌تدریج افزایش یافت و به حدود 200 درصد وزن بدن آن‎ها در هفته پایانی رسید (جدول شماره 1). تمرینات در 3 نوبت 4 تکراری و 3 دقیقه استراحت بین نوبت‎ها و حدود 10 ثانیه استراحت بین تکرارها صورت گرفت [12]. 
اندازه‌گیری فاکتورهای بیوشیمیایی
 48 ساعت پس از آخرین جلسه تمرین، تمام موش‌ها با تزریق کلروفرم بیهوش و قربانی شدند. نمونه‌های خون از دهلیز راست قلب به مقدار 5 سی‏سی و سانتریفیوژ با سرعت 3500 دور در دقیقه برای 5 دقیقه جمع‌آوری و نمونه‏های سرمی برای تجزیه‌وتحلیل آینده در دمای 70- درجه سانتیگراد ذخیره شدند. سطوح سرمی کمرین، رزیستین و انسولین در گروه‏های مطالعه با استفاده از دستگاه الایزا ریدر مطابق دستورالعمل‏های تولیدکننده ارزیابی شد. اندازه‌گیری سطوح سرمی رزیستین با حساسیت 2/52 پیکوگرم بر میلی‏لیتر و دامنه سنجش 1000-5‎ پیکوگرم بر میلی‏لیتر، کمرین با حساسیت 0/23 نانوگرم بر میلی‏لیتر و دامنه سنجش 300- 0/5 نانوگرم بر میلی‏لیتر و انسولین با حساسیت 0/5 میلی‏واحد بر لیتر و دامنه سنجش40- 0/1 میلی‏واحد بر لیتر توسط کیت‎های الایزا شرکت ایست بیوفارم مخصوص موش صحرایی (ساخت کشور چین و تحت لیسانس کشور آمریکا) طبق دستورالعمل شرکت سازنده اندازه‌گیری شد. 
غلظت سرمی گلوکز خون ناشتا، آلکالین فسفاتاز، آلانین آمینوترانسفراز، آسپارتات آمینوترانسفراز و گاما گلوتامیل ترانسفراز به روش آنزیماتیک با استفاده از اسپکتروفتومتر با استفاده از کیت‏های تجاری پارس آزمون اندازه‌گیری شد. قابل توجه است که وزن بدن همه موش‏ها در شرایط 12 ساعته ناشتا تعیین می‏شود. سطوح قند خون توسط گلوکومتر (بیورر مدل GL42، ساخت کشور آلمان) در هر مرتبه بعد از 12 ساعت ناشتا بودن و به وسیله خون‌گیری از انتهای دم موش‏های صحرایی اندازه‌گیری ‎شد. کد اخلاق نیز به شرح (‎IR.Arakmu.rec.1394.329) در کمیته اخلاق طرح‏های پژوهشی دانشگاه علوم پزشکی اراک اخذ شده است. مقاومت به انسولین با روش مدل ارزیابی هموستاز (HOMA-IR)، به عنوان شاخص مقاومت به انسولین با استفاده از فرمول شماره 1 زیر محاسبه شد:
1.
5/22/(mmol/L) گلوکز × (µu/ml) انسولین = HOMA-IR

تجزیه و تحلیل آماری
نتایج به صورت میانگین و انحراف استاندارد برای نمونه‎های موجود در هر گروه بیان شد. برای آنالیز آماری پس از اطمینان از نرمال بودن داده‎ها با استفاده از آزمون برآورد نرمالی شاپیرو- ویلیک و برای بررسی فرض برابری واریانس‎ها از آزمون لون استفاده شد. پس از مشخص شدن طبیعی بودن توزیع داده‎ها و برقراری فرض برابری واریانس‎ها، به منظور تجزیه‌وتحلیل آماری داده‎ها و مقایسه بین گروه‎ها از آزمون تحلیل واریانس یک‌طرفه (One-way ANOVA) و آزمون تعقیبی توکی (Tukey) و آزمون تحلیل کوواریانس (ACNOVA) و آزمون تعقیبی بونفرونی (Bonferroni) در سطح معناداری 05/0≥P استفاده شد. تمام محاسبات آماری با استفاده از نرم‌افزار آماری SPSS نسخه 22 صورت گرفت.
یافته‏ ها
نتایج آزمون تحلیل کوواریانس (ANCOVA) نشان داد که بین وزن بدن موش‏های صحرایی در پس‌آزمون گروه‏های مورد مطالعه تفاوت معناداری وجود ندارد (0/24=‎، P‏‏0/358=‏F). همچنین نتایج آزمون تحلیل کوواریانس (ANCOVA) نشان داد که بین قند خون ناشتای پس‌آزمون در گروه‏های مورد مطالعه تفاوت معناداری وجود دارد (0/02=‎، 3/35=‏F). در همین راستا نتایج آزمون تعقیبی بونفرونی نشان داد که قند خون ناشتای پس‌آزمون گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (001/0=P)، گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/009=P) و گروه تمرین مقاومتی سالم (0/001=P) افزایش معنا‎داری دارد. از طرفی،  قند خون ناشتای پس‌آزمون در گروه دیابتی ‏تمرین مقاومتی نسبت به گروه کنترل سالم بی‌تمرین (0/144=P) و گروه تمرین مقاومتی سالم (0/098=P) تفاوت معناداری نداشت (جدول شماره ‎1).

تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی هورمون انسولین بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/04=‎، P‏‏2/3=‏F). در همین راستا نتایج آزمون تعقیبی توکی (Tukey) نشان داد که سطح سرمی هورمون انسولین در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/02=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/01 =P) افزایش معنا‎داری دارد. علاوه‌براین، سطح سرمی هورمون انسولین در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نسبت به کنترل سالم بی‏تمرین (0/038=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/018 =P) تفاوت معناداری داشت. همچنین تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در شاخص مقاومت به انسولین بین گروه‏های مختلف وجود دارد (001/0=‎, P‏‏3/10=‏F). در همین راستا نتایج آزمون تعقیبی توکی نشان داد که مقاومت به انسولین (HOMA-IR) در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/001=P)، گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/008=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/001=P) افزایش معنا‎داری دارد. علاوه‌براین مقاومت به انسولین (HOMA-IR) در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/020=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0029=P) تفاوت معناداری داشت.

در ادامه، تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی رزیستین بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/04=‎, P‏‏2/4=‏F). در همین راستا نتایج آزمون تعقیبی توکی (Tukey) داد که نشان سطح سرمی رزیستین در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/03 =P)، گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/04=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/01=P) افزایش معنا‎داری دارد. علاوه‌براین، سطح سرمی رزیستین در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نسبت به کنترل سالم بی‏تمرین (0/062=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/085=P) تفاوت معناداری داشت؛ همچنین تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی کمرین بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/022=‎, P‏‏3/82=‏F). در همین راستا نتایج آزمون تعقیبی توکی (Tukey) داد که نشان سطح سرمی کمرین در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/01=P)، گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/04=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/04=P) افزایش معنا‎داری دارد. علاوه‌براین، سطح سرمی کمرین در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نسبت به کنترل سالم بی‏تمرین (0/128=P) و گروه سالم تمرین مقاومتی (0/009=P) تفاوت معناداری نداشت (جدول شماره ‎2).
تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی آلانین آمینوترانسفراز (ALT) بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/012=‎, P‏‏4/5=‏F)، طوری‌که در آزمون تعقیبی توکی (Tukey) نشان داد که ALT در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/013 =P) و گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/091 =P) افزایش معنا‎داری دارد. سطح سرمی ALT در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نیز نسبت به گروه سالم تمرین مقاومتی (0/003=P) تفاوت معناداری داشت.
تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی آلکالین فسفاتاز (ALP) بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/001=‎, P‏‏7/45=‏F)، طوری‌که در آزمون تعقیبی توکی (Tukey) نشان داد که ALT در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/001 =P) وگروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/045 =P) افزایش معنا‎داری دارد. علاوه‌براین سطح سرمی ALP در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نسبت گروه سالم تمرین مقاومتی (0/001=P) تفاوت معناداری داشت.
تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی آسپارتات آمینوترانسفراز (AST) بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/048=‎, P‏‏2/80=‏F)، طوری‌که در آزمون تعقیبی توکی (Tukey) نشان داد که AST در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (02/0=P) و گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/038=P) افزایش معنا‎داری دارد. سطح سرمی AST در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نیز نسبت به گروه سالم تمرین مقاومتی (0/01=P) تفاوت معناداری داشت.
تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) نشان داد که تفاوت معنی‏داری در سطح سرمی گاما گلوتامیل ترانسفراز (GGT) بین گروه‏های مختلف وجود دارد (0/038=‎, P‏‏3/29=‏F)، طوری‌که در آزمون تعقیبی توکی (Tukey) نشان داد که GGT در گروه کنترل دیابتی‏ بی‏تمرین نسبت به گروه کنترل سالم بی‏تمرین (0/009=P) و گروه دیابتی تمرین مقاومتی (0/613=P) افزایش معنا‎داری دارد. علاوه‌براین، سطح سرمی GGT در گروه دیابتی تمرین مقاومتی نسبت گروه سالم تمرین مقاومتی (0/018=P) تفاوت معناداری داشت (جدول شماره ‎3).  
بحث
در مطالعه حاضر دیابت نوع 2 با تزریق استرپتوزوتوسین- نیکوتین‏آمید (STZ-NA) در موش ایجاد شده است. مدل‏های حیوانی مختلفی از دیابتی نوع 2 تاکنون گزارش شده است که دیابت ناشی از استرپتوزوتوسین- نیکوتین‏آمید مدل رایجی از دیابت نوع 2 در موش‏های صحرایی است. مطالعه حاضر نشان داد که القاء دیابت موجب افزایش قند خون ناشتا، مقاومت به انسولین، رزیستین، کمرین و آنزیم‏های کبدی در موش‏های صحرایی دیابتی نسبت به گروه کنترل سالم می‏شود. همچنین در مطالعه حاضر 10 هفته تمرین مقاومتی موجب کاهش معنادار گلوکز خون ناشتا و سطوح سرمی رزیستین، کمرین و بهبود آنزیم‏های کبدی موش‏های صحرایی دیابتی تمرین‌کرده در مقایسه با گروه کنترل دیابتی شد. 
کبد در شرایط تغییرات متابولیکی که در طول تمرینات ورزشی به وجود می‏آید، از طریق کنترل گلوکونئوژنز، تولید گلوکز و انتقال آن به خون نقش مهمی در حفظ گلیسمی دارد [15]. از طرفی، کبد در اختلالات متابولیکی مانند دیابت در معرض افزایش استرس اکسیداتیو و کاهش ظرفیت دفاعی آنتی اکسیدان قرار می‌گیرد، طوری‌که چاماتزا و همکاران در مطالعه خود (2011) گزارش کردند که تجویز مکمل رزوراتول موجب بهبود بیومارکرهای استرس اکسیداتیو و در پی آن کاهش AL، AST در کبد موش‏های صحرایی دیابتی می‏شود [16]. علاوه‌براین، تمرین مقاومتی سازگاری‏های مختلفی را در بدن ایجاد می‏کند؛ ازجمله ​​به افزایش ظرفیت دفاعی آنتی‏اکسیدانی منجر می‌شود و متعاقب آن، دو نقش پیشگیری و درمانی در بیماری‏های عمده مرتبط با استرس اکسیداتیو دارد [17].
دیابت نوع 2 علاوه بر هیپرگلیسمی و هیپرانسولینمی معمولاً موجب اختلالات در تولید و سوخت‌وساز لیپوپروتئین‏های پلاسما می‏شود. این اختلال به عنوان دیس لیپیدمی دیابتی شناخته می‌شود که با افزایش تری‏اسیل‏گلیسیرید (TAG) و کلسترول لیپوپروتئین با چگالی پایین (LDL-C) و کاهش کلسترول لیپوپروتئین با چگالی بالا (HDL-C)  همراه است [18]؛ همچنین در موش‏های صحرایی دیابتی‌شده توسط استرپتوزوتوسین، اختلال در وضعیت پروفایل لیپیدی با اختلال و آسیب به بافت کبد و افزایش آنزیم‏های کبدی همراه است [19]. یکی از مکانیسم‏های مسئول در بهبود وضعیت آنزیم‏های کبدی متعاقب تمرین مقاومتی را می‏توان به تغییرات مربوط به چربی‏های خون ازجمله تری‏گلیسرید وLDL  هم‌زمان با افزایش‏ لیپوپروتئین لیپاز (Lipoprotein lipase; LPL) نسبت داد.‏ لیپوپروتئین لیپاز ازجمله آنزیم‏های تنظیم‏کننده لیپوپروتئین‏ها و تجزیه تری‏گلیسیرید موجود در لیپوپروتئین‏های غنی از تری‏گلیسیرید است. می‏توان گفت که اجرای فعالیت‏های ورزشی موجب افزایش فعالیت آنزیم LPL و کاهش لیپاز تری‏گلیسرید کبدی (Hepatic triglyceride lipase; HTGL) می‏شود [20]. 
با توجه به اینکه افزایش فعالیت ‏LPL ، کاتابولیسم لیپوپروتئین‏های غنی از تریگلیسیرید را افزایش می‏دهد، بنابراین میزان LDL با اجرای فعالیت‏های بدنی کاهش می‏یابد [20]. از سویی، کمرین آدیپوکاینی است که به طور عمده در بافت چربی،کبد وکلیه بیان می‏شود. مطالعات نشان می‏دهد که این آدیپوکاین در تنظیم تمایز بافت چربی و تعدیل بیان ژن‏های درگیر در همئوستاز گلوکز و لیپید نیز نقش دارد. اثرات متضادی از کمرین بر سیگنالیگ انسولین در سلول‏های چربی در شرایط آزمایشگاهی گزارش شده است. مطالعه کرالیک و همکاران (2009) نشان می‌دهد که کمرین جذب گلوکز تحریک‌شده با انسولین را در سلول‏های پیش‌ساز بافت چربی (L1-3T3) به صورت کاهشی تنظیم  می‏کند [21]، درحالی‌که تاکاهاشی و همکاران (2008) نتایج مخالفی را گزارش و مشاهده کردند که کمرین موجب افزایش حساسیت به انسولین پیش‌ساز بافت چربی (L1-3T3) می‏شود [22]. 
همچنین مشاهده شده که سطوح سرمی کمرین در بیماران دیابتی بیشتر بوده و با مارکرهای التهابی مانند CRP,IL-6 و TNF-a مرتبط است که نشان‌دهنده نقش پیش‌التهابی کمرین است [23]. بوچلر و همکاران (2014) گزارش دادند که کمرین و گیرنده‏های آن به طور قابل‌توجهی در کبد بیان می‏شوند که نشان می‏دهد کمرین نقش مهمی در فیزیولوژی و پاتوفیزیولوژی کبد دارد [24]. در تأیید این مطالب لین و همکاران (2018) گزارش کردند که 4 هفته تمرین هوازی موجب کاهش معنادار بیان کمرین در کبد در موش‏های صحرایی دیابتی‌شده توسط STZ می‌شود [25].
علاوه بر این، رزیستین نیز در کبد بیان می‏شود، درحالی‌که تولید آن با افزایش آسیب کبدی افزایش می‏یابد. مطالعات اخیر نشان داده است که رزیستین یکی از سیتوکین‏های مهم در پاتوژنز بیماری‏های کبدی است [26]. شواهد حاکی از آن است که تجمع رزیستین خواص پیش‌التهابی قوی دارد و ترشح بسیاری از سیتوکین‏ها درگیر در فرآیندهای التهابی مانند TNF-α، IL1β، IL6 و IL12 را تحریک می‏کند [6]. هماهنگ با این مطالب ژالسامی و همکاران (2010) گزارش کردند که القاء دیابت توسط استرپتوزوتوسین-نیکوتین‏آمید در موش‏های صحرایی موجب افزایش معنادار سطوح سرمی TNF-α، IL1β، IL6 و متعاقب آن سطوح سرمی ALT, ALP  و AST می‏شود [27]. مطالعه حاضر نشان داد که پروتکل تمرینی مقاومتی متعاقب کاهش سطوح سرمی رزیستین موجب کاهش سطوح سرمی  ALT, ALP,  AST و GGT  در موش‏های صحرایی دیابتی می‌شود. 
درنهایت، اشاره به این موضوع از اهمیت بالایی برخوردار است که یکی از مهم‌ترین علل به وجود آمدن آسیب‏های کبدی مقاومت به انسولین است که با فاکتورهای مختلف سندرم متابولیک در ارتباط است. این وضعیت حتی در شرایط نبود چاقی، اضافه وزن و دیابت نوع 2 مشاهده شده است و مطالعات به‌وضوح رابطه منفی بین تجمع چربی و التهاب در کبد با حساسیت به انسولین را به اثبات رسانده‌اند [28]. از یافته‏های دیگر این تحقیق افزایش سطوح گلوکز، انسولین و شاخص مقاومت به انسولین (HOMA-IR) در گروه کنترل دیابتی نسبت به گروه کنترل سالم بود. همچنین تمرین مقاومتی در گروه تمرین مقاومتی دیابتی باعث کاهش سطوح گلوکز، انسولین و شاخص مقاومت به انسولین (HOMA-IR) نسبت به گروه کنترل دیابتی شد. این یافته‏ها با نتایج حیدریان‏پور و همکاران (2016) همخوانی دارد که پروتکل تمرین مقاومتی را روی موش‏های صحرایی که توسط استرپتوزوتوسین دیابتی شده بودند، اجرا کردند [29].
از محدودیت‏های این مطالعه می‏توان به مدل القاء دیابت موش‏های صحرایی در طرح تحقیق حاضر اشاره کرد، ‏طوری‌که دیابت ناشی از استرپتوزوتوسین به‌تنهایی یکی از روش‏های القاء دیابت نوع 1 است و این مدل دقیقاً شبیه‌سازی دیابت نوع 2 در انسان نیست. هرچند استفاده از نیکوتین‏آمید همراه با استرپتوزوتوسین می‏تواند مدل دیابت نوع 2 را القاء کند، باوجوداین انواع جنبه‏های پاتوفیزیولوژیک و مولکولی دیابت نوع 1 و دیابت نوع 2 همراه هم هستند. برخی از خصوصیات ممکن است متفاوت باشد، اما عموماً مطالعات زیادی این الگو را به دیابت نوع 2 و مقاومت به انسولین مرتبط می‏کنند. به‌طورکلی از یافته‏های پژوهش حاضر می‏توان نتیجه گرفت که در موش‏های صحرایی دیابتی‌شده توسط استرپتوزوتوسین- نیکوتین‏آمید، تمرین مقاومتی موجب  بهبود قند خون ناشتا، شاخص مقاومت به انسولین (HOMA-IR)، کمرین، رزیستین و آنزیم‏های کبدی در  موش‏های صحرایی می‏شود. 
نتیجه‏ گیری
با توجه به نتایج این تحقیق می‏توان بیان کرد که انجام یک دوره تمرین مقاومتی در موش‏های صحرایی دیابتی نوع 2 سازگاری‏های  مطلوبی در کاهش سطح سرمی انسولین و شاخص مقاومت به انسولین ایجاد می‏کند که متعاقب این بهبود، آنزیم‏های کبدی موش‏های صحرایی دیابتی نوع 2 نیز بهبود می‏یابد‏؛ لذا به نظر می‏رسد که انجام تمرین مقاومتی موش‏های صحرایی دیابتی نوع 2 از طریق کاهش سطوح سرمی رزیستین و کمرین باعث بهبود وضعیت گلیسمی و درنهایت بهبود آنزیم‏های کبدی شده است.
ملاحظات اخلاقی
پیروی از اصول اخلاق پژوهش
 این مطالعه با کد IR.ARAKMU.REC.1394.329 در کمیته پژوهشی دانشگاه علوم پزشکی اراک به ثبت رسیده است.
حامی مالی
این مطالعه از هیچ سازمانی حمایت مالی دریافت نکرد.مشارکت نویسندگان
نویسنده معیارهای استاندارد نویسندگی بر اساس پیشنهادات کمیته بین‌المللی ناشران مجالات پزشکی را رعایت کرده است.
تعارض منافع
هیچ‌گونه تعارض منافع در اجرای این طرح وجود نداشته است.

 

References
Ziukaite L, Slot DE, Van der Weijden FA. Prevalence of diabetes mellitus in people clinically diagnosed with periodontitis: A systematic review and meta‐analysis of epidemiologic studies. J Clin Periodontol. 2018; 45(6):650-62. [DOI:10.1111/jcpe.12839] [PMID]
Rashid K, Das J, Sil PC. Taurine ameliorate alloxan induced oxidative stress and intrinsic apoptotic pathway in the hepatic tissue of diabetic rats. Food Chem Toxicol. 2013; 51:317-29. [DOI:10.1016/j.fct.2012.10.007] [PMID]
Sookoian S, Pirola CJ. Nonalcoholic steatohepatitis pharmacotherapy and predictors of response: dual role of aminotransferases as biosensors of metabolism and biomarkers of histological improvement. Hepatobiliary Surg Nutr. 2019; 8(4):381-85. [DOI:10.21037/hbsn.2019.02.04] [PMID] [PMCID]
Banerjee RR, Rangwala SM, Shapiro JS, Rich AS, Rhoades B, Qi Y, et al. Regulation of fasted blood glucose by resistin. Science. 2004; 303(5661):1195-8. [DOI:10.1126/science.1092341] [PMID]
Nobili V, Carpino G, Alisi A, Franchitto A, Alpini G, De Vito R, et al. Hepatic progenitor cells activation, fibrosis, and adipokines production in pediatric nonalcoholic fatty liver disease. Hepatology. 2012; 56(6):2142-53. [DOI:10.1002/hep.25742] [PMID]
Boutari C, Perakakis N, Mantzoros CS. Association of Adipokines with development and progression of Nonalcoholic fatty liver disease. Endocrinol Metab (Seoul). 2018; 33(1):33-43. [DOI:10.3803/EnM.2018.33.1.33] [PMID] [PMCID]
Asalah AK, Alsayed MA, Al-Aleem DIA, El Malkey NF. Serum resistin, vaspin and chemerin in rats with non alcoholic fatty liver disease: Correlation with metabolic and haemostatic parameters. Basic Sci Med. 2014; 3(4):69-84. http://article.sapub.org/10.5923.j.medicine.20140304.02.html
Parastesh M, Khosravi Zadeh E, Saremi A, Rekabtalae A. Effects of moderate-intensity continuous training and high-intensity interval training on serum levels of resistin, chemerin and liver enzymes in streptozotocin-nicotinamide induced type-2 diabetic rats. J Diabetes Metab Disord. 2019; 18(2):379-87. [DOI:10.1007/s40200-019-00422-1] [PMID] [PMCID]
Zabel BA, Silverio AM, Butcher EC. Chemokine-like receptor 1 expression and chemerin-directed chemotaxis distinguish plasmacytoid from myeloid dendritic cells in human blood. J Immunol. 2005; 174(1):244-51. [DOI:10.4049/jimmunol.174.1.244] [PMID]
Krautbauer S, Wanninger J, Eisinger K, Hader Y, Beck M, Kopp A, et al. Chemerin is highly expressed in hepatocytes and is induced in non-alcoholic steatohepatitis liver. Exp Mol Pathol. 2013; 95(2):199-205. [DOI:10.1016/j.yexmp.2013.07.009] [PMID]
Roessner C, Paasch U, Kratzsch J, Glander HJ, Grunewald S. Sperm apoptosis signalling in diabetic men. Reprod Biomed Online. 2012; 25(3):292-9. [DOI:10.1016/j.rbmo.2012.06.004] [PMID]
Parastesh M, Saremi A, Ahmadi A, Kaviani M. The effect of aerobic training on serum levels of adiponectin, hypothalamic-pituitary-gonadal axis and sperm quality in diabetic rats. Urol J. 2019; 16(6):592-7. [DOI:10.22037/uj.v0i0.4728]  [PMID]
Scherrenberg M, Dendale P. Exercise training in diabetes. London: SAGE Publications. 2019. [DOI:10.1177/2047487319829674] [PMID]
Cauza E, Hanusch-Enserer U, Strasser B, Ludvik B, Metz-Schimmerl S, Pacini G, et al. The relative benefits of endurance and strength training on the metabolic factors and muscle function of people with type 2 diabetes mellitus. Arch Phys Med Rehabil. 2005; 86(8):1527-33. [DOI:10.1016/j.apmr.2005.01.007] [PMID]
Gonzalez JT, Fuchs CJ, Betts JA, Van Loon LJ. Liver glycogen metabolism during and after prolonged endurance-type exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2016; 311(3):E543-53. [DOI:10.1152/ajpendo.00232.2016] [PMID]
Schmatz R, Perreira LB, Stefanello N, Mazzanti C, Spanevello R, Gutierres J, et al. Effects of resveratrol on biomarkers of oxidative stress and on the activity of delta aminolevulinic acid dehydratase in liver and kidney of streptozotocin-induced diabetic rats. Biochimie. 2012; 94(2):374-83. [DOI:10.1016/j.biochi.2011.08.005] [PMID]
Stefani GP, Nunes RB, Dornelles AZ, Alves JP, Piva MO, Di Domenico M, et al. Effects of creatine supplementation associated with resistance training on oxidative stress in different tissues of rats. J Int Soc Sports Nutr. 2014; 11(1):11. [DOI:10.1186/1550-2783-11-11] [PMID] [PMCID]
Amri J, Parastesh M, Sadegh M, Latifi S, Alaee M. High-intensity interval training improved fasting blood glucose and lipid profiles in type 2 diabetic rats more than endurance training; Possible involvement of Irisin and betatrophin. Physiol Int. 2019: 106(3):213-24. [DOI:10.1556/2060.106.2019.24] [PMID]
Poolsil P, Promprom W, Talubmook C. Anti-hyperglycemic and anti-hyperlipidemic effects of extract from Houttuynia cordata Thumb. In streptozotocin-induced diabetic rats. Pharmacogn J. 2017; 9(3):382-7. [DOI:10.5530/pj.2017.3.65]
Liu G, Wang X-H. [Research advances in the effects of excise and diet on LPL and its mechanism (Chinese)]. Sheng Li Ke Xue Jin Zhan. 2014; 45(2):87-92. [PMID]
Kralisch S, Weise S, Sommer G, Lipfert J, Lossner U, Bluher M, et al. Interleukin-1beta induces the novel adipokine chemerin in adipocytes in vitro. Regul Pept. 2009; 154(1-3):102-6. [DOI:10.1016/j.regpep.2009.02.010] [PMID]
Takahashi M, Takahashi Y, Takahashi K, Zolotaryov FN, Hong KS, Kitazawa R, et al. Chemerin enhances insulin signaling and potentiates insulin-stimulated glucose uptake in 3T3-L1 adipocytes. FEBS lett. 2008; 582(5):573-8. [DOI:10.1016/j.febslet.2008.01.023] [PMID]
Yang M, Yang G, Dong J, Liu Y, Zong H, Liu H, et al. Elevated plasma levels of chemerin in newly diagnosed type 2 diabetes mellitus with hypertension. J Investig Med. 2010; 58(7):883-6. [DOI:10.2310/JIM.0b013e3181ec5db2] [PMID]
Buechler C. Chemerin in liver diseases. Endocrinol Metab Syndr. 2014; 19;3(4). [DOI:10.4172/2161-1017.1000144]
Lin X, Yang H, Wang X. [Effects of aerobic exercise and dieting on chemerin and its receptor CMKLR1 in the livers of type 2 diabetic rats (Chinese)]. Zhongguo Ying Yong Sheng Li Xue Za Zhi. 2017 ;33(5):426-30. [DOI:10.12047/j.cjap.5495.2017.103] [PMID]
Shen C, Zhao CY, Wang W, Wang YD, Sun H, Cao W, et al. The relationship between hepatic resistin overexpression and inflammation in patients with nonalcoholic steatohepatitis. BMC Gastroenterol. 2014 ;14:39. [DOI:10.1186/1471-230X-14-39] [PMID] [PMCID]
Palsamy P, Sivakumar S, Subramanian S. Resveratrol attenuates hyperglycemia-mediated oxidative stress, proinflammatory cytokines and protects hepatocytes ultrastructure in streptozotocin-nicotinamide-induced experimental diabetic rats. Chem Biol Interact. 2010; 186(2):200-10. [DOI:10.1016/j.cbi.2010.03.028] [PMID]
Chalasani N, Younossi Z, Lavine JE, Diehl AM, Brunt EM, Cusi K, et al. The diagnosis and management of non‐alcoholic fatty liver disease: Practice guideline by the American association for the study of liver diseases, American college of gastroenterology, and the American gastroenterological association. Hepatology. 2012; 55(6):2005-23. [DOI:10.1002/hep.25762] [PMID]
Parastesh M, Heidarianpour A, Bayat M, Saremi A. [Effects of resistance training on serum level of reproductive hormones and sperm parameters in type 2 diabetes rats (Persian)]. J Arak Uni Med Sci. 2016; 19(8):26-36. http://jams.arakmu.ac.ir/browse.php?a_id=4612&sid=1&slc_lang=en